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TÉCNICAS MICROBIOLÓGICAS PARA EL DIAGNÓSTICO
DE LAS INFECCIONES CUTÁNEAS Y PARTES BLANDAS.
El estudio bacteriológico de los catéteres, nos va a permitir en ocasiones conocer el agente causal de una bacteriemia relacionada con el catéter y por otra parte, prevenir que aparezca dicha bacteriemia. Para valorar su importancia, podemos decir que de una u otra forma el 82% de las bacteriemias nosocomiales se relacionan con la presencia de catéteres.
a) Piel y catéter. En los catéteres periféricos y de corta duración.
b) Endoluminal. En las vías centrales tunelizadas.
a) Catéter: Una vez extraído el catéter, cortar 3 o 4 cm de la porción distal en condiciones asépticas. Depositar en recipiente estéril sin conservante y transportar de inmediato. Si ello no fuera posible conservar a 4ºC.
b) Método conservador: Se obtendrán las muestras mediante escobillón en la puerta de entrada o inserción del catéter e interior de las conexiones.
Los microorganismos más frecuentes causantes de la colonización e infección del catéter son: S. epidermidis, S. aureus, Candida spp, Enterobacterias y Acinetobacter spp.
a) Catéter:
1. Semicuantitativo. (Técnica de Maki). Se realiza mediante rodamiento en placa de Agar sangre. Punto de corte en 15 ufc. Sus principales limitaciones son que no detecta contaminación intraluminal, riesgos de contaminación y dificultad de realización en catéteres curvos.
2. Cuantitativos. (Técnicas de Cleri, Brun-Buisson, Liñares). Detecta contaminación extra e intraluminal. Punto de corte 103 ufc. Su principal limitación su laboriosidad.
b) Método conservador.
Permite el diagnóstico de las bacteriemias asociadas a catéter y su etiología sin necesidad de retirar el mismo.
- Tinción de Gram
- Cultivo cualitativo en Agar sangre.
- Cultivo cualitativo en Agar sangre.
El conjunto de ambos estudios posee un elevado valor predictivo negativo.
V. RESULTADOS E INFORME MICROBIOLÓGICO.
Se informarán las ufcs si procede.
Cualquier microorganismo aislado se informará con su antibiograma correspondiente.
I. PRINCIPIO.
El fundamento de esta sección es la búsqueda de los microorganismos patógenos u oportunistas que pueden estar presentes en los líquidos o fluidos orgánicos. En este grupo incluimos líquidos producidos, ya sea de forma espontánea o bien provocada a nivel de serosas, en las que habitualmente no existen microorganismos y son presumiblemente estériles. Su buen manejo presenta un triple interés por:
1. La trascendencia de esta patología por su elevada morbilidad y mortalidad.
2. Dificultad en diferenciar patógenos y oportunistas como consecuencia de cuidados terapéuticos instaurados o prótesis aplicadas previamente.
3. Posibilidad de contaminación exógena, sea en la obtención o en su manipulación, siendo por ello muy importante extremar las medidas de asepsia de recogida y procesamiento.
Muestras:
Líquido ascítico o peritoneal. Diálisis peritoneal contínua ambulatoria (DPCA).
Líquido articular o sinovial.
Líquido pericárdico.
Líquido pleural.
Tras la obtención en condiciones asépticas por personal especializado y en cantidad suficiente, se depositará el líquido obtenido en frasco estéril, a ser posible con tapón de rosca y fondo cónico y se remitirá de forma inmediata al laboratorio.
Una alternativa es la inoculación directa del líquido biológico en frasco aerobio y anaerobio de hemocultivos.
A. Peritonitis primaria. En cirróticos y ascitis de otra naturaleza.
E. coli, Klebsiella pneumoniae, S. pneumoniae, Enterococcus spp y S. aureus. Escasa participación de anaerobios (Bacteroides spp. 6%).
B. Peritonitis secundaria. Pérdida de integridad de la barrera (perforación, cirugía etc.). Los agentes aislados, dependen del nivel en que se produce la lesión. Suelen ser polimicrobianas.
Aerobios: E. coli y Enterococcus spp. como más frecuentes.
Anaerobios: Bacteroides spp, Prevotella spp, Clostridium spp y Peptostrptococcus spp.
C. DPCA. A diferencia de las anteriores son casi siempre de origen exógeno, aunque en ocasiones las soluciones de intercambio pueden provocar aumento de permeabilidad de asa.
Gram positivos: S. epidermidis, S. aureus, Streptococcus spp suponen un 60-70%.
Gram negativos: E. coli, Klebsiella spp, Proteus spp y Pseudomonas spp son responsables en el 15%.
Hongos (Candida spp, Fusarium spp) y Micobacterias excepcionales.
- Artritis primaria: S. aureus, N. gonorrhoeae y Haemophilus influenzae.
- Post-quirúrgica: S. epidermidis.
Staphylococcus spp, Streptococcus pneumoniae, Streptococcus spp y virus.
Se buscarán patógenos respiratorios.
Centrifugación durante 20 minutos a 3.000-3.500 r.p.m. siempre que sea posible.
1. Líquido ascítico/peritoneal.
a. Tinción de Gram.
b. Siembra en agar sangre y MacConkey.
c. Frasco de hemocultivo aerobio y anaerobio, (si el volumen lo permite).
Nota: Usar sedimento para tinción de Gram y placas, reconstruyendo el sedimento residual con el sobrenadante para inocular los frascos.
2. Líquido articular y pericárdico:
a. Tinción de Gram.
b. Siembra en agar sangre y MacConkey.
c. Frascos de hemocultivo aerobio y anaerobio.
d. En caso de sospecha de infección gonocócica o brucelar sembrar en medios de incubación adecuados.
3. Líquido pleural:
a. Tinción de Gram.
b. Siembra en agar sangre, MacConkey y agar chocolate en CO2.
c. Frascos de hemocultivo aerobio y anaerobio.
d. Tinciones y cultivos especiales en función de la sospecha diagnóstica.
Nota: Puede aumentarse el volumen de la muestra, añadiendo thioglicolato u otro caldo nutritivo, una vez realizada la extensión.
Placas: Examinar a las 24, 48 y 72 horas de incubación.
Caldos: Examinar diariamente hasta completar una semana de incubación.
a. Presencia de uno o dos microorganismos: Informar identificación y sensibilidades de cada uno.
b. Presencia de tres o más microorganismos: Informar microorganismos aislados y solicitar nueva muestra o contactar con el facultativo responsable del paciente.
El fundamento de esta sección es la búsqueda de los microorganismos patógenos u oportunistas causantes de infecciones de piel, partes blandas y abscesos.
La pérdida de continuidad de la piel, por cirugía o heridas de índole diversa, determina que la flora de la piel y mucosas pueda infectar tejidos normalmente estériles. La correcta valoración e interpretación de los resultados obtenidos en estos cultivos se hará teniendo en cuenta los datos aportados por la tinción de Gram, así como la información clínica disponible.
1. Material obtenido en el acto quirúrgico: Las muestras tisulares, pus y exudado así obtenidos son las muestras idóneas ya que evitan la contaminación de la flora habitual y permiten aislar exclusivamente agentes causales. Se debe recoger suficiente volumen mediante aspiración con aguja y jeringa. (ver Sección Anaerobios)
2. Aspiración con aguja y jeringa , previa desinfección con alcohol y povidona yodada.(ver Sección de Anaerobios).
3. Escobillón.: Método poco deseable al recoger menor volumen de muestra, ser poco representativo y tener mayor riesgo de contaminación. Si se utiliza este método, enviar dos escobillones. Requiere como en la aspiración una cuidadosa limpieza y desinfección de la zona antes de la toma de la muestra.
A. Biopsias. Depositar en recipiente estéril y transporte inmediato. Con ello evitaremos desecación del tejido y mantendremos viabilidad especialmente de anaerobios.
B. Material de aspiración. Utilizar vial de transporte anaerobio expulsando previamente el aire de la jeringa. Es admisible el envío de la jeringa respetando las normas de seguridad. Transporte al laboratorio antes de 2 horas.
C. Escobillones. En medio de Stuart o Amies y remitir al laboratorio antes de 2 horas.
La valoración de estas muestras estaría directamente relacionada con la tinción de Gram.
A. Abscesos: Varían en función de la localización de los mismos. Así en colecciones de origen abdominal (hepático, pancreático, esplénico, biliar), suelen ser polimicrobianos con presencia de flora aerobia y/o anaerobia.
En abscesos cerebrales, se puede encontrar flora del tracto orofaríngeo, polimicrobiana y con participación anaerobia. En caso de empiema subdural, Streptococcus spp, Staphylococcus spp y tras cirugía Propionibacterium spp. (Ver sección de anaerobios)
B. Heridas: Los microorganismos más frecuentes son Staphylococcus spp, Enterobacterias y microorganismos nosocomiales.
C. Mediastinitis: Las secundarias a cirugía cardiovascular, suelen tener como agentes causales a cocos Gram positivos, bacilos Gram negativos o levaduras. Las secundarias a cirugía de cabeza- cuello, suelen ser polimicrobianas aerobias y/o anaerobias.
D. Piel- tejidos blandos: Los microorganismos más frecuentes son:
Streptococcus grupos A, C, G en celulitis, impétigo y miositis.
Staphylococcus spp en impétigo, celulitis y gangrena sinergística.
E. Muestras óseas: Habitualmente tras cirugía ortopédica Staphylococcus spp y Enterobacterias.
a) Agar Sangre.
b) Agar MacConkey.
c) Caldo Thioglicolato (en tejidos y material por aspiración).
d) Medios especiales para bacterias exigentes si fueran necesario.
1. Cultivo cualitativo.
a) Realizar impronta directa con una pequeña porción del tejido para tinción de Gram.
b) Homogeneizar en thioglicolato u otro caldo nutritivo y a partir del homogeneizado se inoculan los medios sólidos y líquidos y se realiza tinción de Gram.
c) Conservar tejido u homogeneizado refrigerado o congelado para otras posibles o futuras determinaciones.
2. Cultivo cuantitativo. (Recomendable)
a) Pesar una porción de la muestra o la muestra entera si fuese pequeña, anotando en el reverso del volante el valor de la pesada.
b) Depositar la muestra en un homogeneizador de vidrio con 1 ml. de agua estéril o suero salino.
c) Tras homogeneizar, realizar las diluciones adecuadas y sembrar cada una de ellas con asa calibrada en agar sangre.
Tras agitar enérgicamente, inocular directamente medios sólidos y líquidos, así como realizar extensión para tinción de Gram.
Si hubiere volumen suficiente, puede centrifugarse, realizando todos los procedimientos a partir del sedimento.
D. ESCOBILLONES:
Introducir en 0.5-1 ml de thioglicolato u otro caldo nutritivo y agitar.
Presionar contra la pared del tubo, escurrir y eliminar.
A partir de la suspensión inocular medios y realizar tinción de Gram.
El tubo con thioglicolato o caldo nutritivo se dejará a temperatura ambiente, como muestra residual.
Incubación:
En atmósfera de CO2 a 35º-37º las placas de agar sangre.
En aire a 35º-37ºC MacConkey y caldos.
1. Tinción de Gram:
Valorar presencia de leucocitos, células epiteliales, bacterias y hongos. Un exceso de células epiteliales, indica alta probabilidad de contaminación de superficie, restando importancia a los aislamientos obtenidos. En caso de visualización de Clostridium spp, cocos Gram positivos en líquido articular, flora mixta o imágenes sugestivas de anaerobios en un absceso, se emitirá un Informe preliminar.
2. Cultivos:
Placas: Examinar a las 24, 48 y 72 horas de incubación.
Caldos: Examinar diariamente hasta completar una semana de incubación.
En función de la muestra se podrán mantener las placas y caldos durante una semana o el tiempo de incubación necesario.
En el caso de biopsias de escaras en quemados la valoración es cuantitativa, considerando como positivos cultivos con recuentos iguales o superiores a 105 ufcs (punto de corte). En el resto de las muestras la valoración es cualitativa, presentando dificultades especialmente en zonas colonizadas con una flora saprofita sobre las que se realiza toma de muestra con escobillón. En éstos casos, una adecuada información clínica (cuerpo extraño, etc) y carácter del cultivo (aislamiento único) pueden resultar decisivas en la interpretación del cultivo.
V. INFORMES MICROBIOLÓGICOS.
Se emitirán informes preliminares pertinentes siempre que se consideren oportuno para el manejo clínico del paciente.
Informe definitivo: Se indicará la purulencia de la muestra, microorganismos aislados y prueba de sensibilidad.
